ПРИКЛАДНАЯ БИОХИМИЯ И МИКРОБИОЛОГИЯ, 2004, том 40, № 6, с. 668-674
УДК 581.132:577.151
ФОТОСИНТЕЗ САХАРНОЙ СВЕКЛЫ ПРИ НАРАСТАЮЩЕМ ДЕФИЦИТЕ ВОДЫ В ПОЧВЕ И ПРОТЕКТОРНОЕ ВЛИЯНИЕ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНОГО СПИРТА
© 2004 г. А. А. Кособршхов*, К. Я. Биль**, Дж. Н. Нишио***
*Институт фундаментальных проблем биологии РАН, г. Пущино, Московская обл., 142290;
e-mail: kosobr@issp.serpukhov.su **Институт фундаментальных проблем биологии РАН, г. Пущино, Московская обл., 142290; Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, Hermosillo, Sonora, México, 83000; ***College of Natural Science California State University, Chico, CA 95929-0555, USA;
Поступила в редакцию 02.10.2003 г.
Исследовали газообмен С02, транспирацию, устьичную проводимость и эффективность использования воды у опрыснутых 40%-ным метанолом листьев сахарной свеклы (Beta vulgaris var. saccha-rifera (Alef) Krass) на фоне нарастающего дефицита воды в почве. Показано, что у опытных растений снижение отрицательного действия недостатка воды связано с более высокими стресс-устойчивостью фотосинтетического аппарата, скоростью фотосинтеза и эффективностью использования воды.
Физиологические аспекты ответной реакции растений на снижение содержания воды в почве были и остаются в центре внимания многих исследователей. В частности, снижение фотосинтеза связывают с работой устьичного аппарата, во многом являющегося основным регулирующим механизмом изменения скорости поглощения С02 в условиях водного дефицита [1-3], а также с устойчивостью фотосинтетического аппарата к недостатку воды в почве [4-7].
Мощным фактором регуляции продукционного процесса в неблагоприятных условиях является изменение гормонального баланса. Поэтому для повышения устойчивости широко используется обработка растений регуляторами роста синтетического происхождения. Для этого применяют различные препараты, обладающие, в частности, цитокининовой активностью [8-10]. Показано положительное действие на продукционный процесс брасиностероидов, высокомолекулярных алифатических спиртов [11, 12] и других веществ.
Обнаружено, что обработка листьев низкомолекулярным одноуглеродным спиртом - метанолом приводит к снижению отрицательного воздействия засухи на продукционный процесс растений [13-15]. Подобные результаты получены и в ряде других работ [16, 17]. Имеются также данные, свидетельствующие об отсутствии положительной реакции растений на обработку листьев метанолом [18-21]. Причины неоднозначности результатов разных авторов остаются невыясненными.
Следует заметить, что метанол является токсическим соединением, что делает невозможным его применение в практических целях. Поэтому были найдены нетоксические соединения - ЬЬБ,
PNBA, Fpeg, Fty и др., оказывающие подобное метанолу положительное действие на растения. К настоящему времени некоторые из них запатентованы [22, 23] и могут быть использованы на практике. Однако для выявления узловых звеньев в общем метаболизме, подвергающихся их действию, лучше проводить исследования с метанолом, как более простым и органически связанным с растениями продуктом. Использование метанола как модельного соединения, представляется очень важным в связи с имеющимися данными о его образовании в листьях [24, 25] и возможной его ролью в повышении устойчивости растений.
Цель работы - изучение газообмена СО2, транспирации, устьичного сопротивления и эффективности использования воды листьями разных ярусов сахарной свеклы, обработанных раствором метанола, а также устойчивости фотосинтетического аппарата на фоне нарастающего дефицита воды в почве.
МЕТОДИКА
Объект исследования и условия выращивания. Семена сахарной свеклы (Beta vulgaris var. saccharifera (Alef) Krass), проращивали в пластмассовых контейнерах в почве ("Grave and Co", США), содержащей удобрения ("Stern Nursery Inc.", США). Контейнеры помещали в вегетационную камеру с температурным режимом 26/22°C, день/ночь, влажности воздуха 70% и интенсивности света 250 мкмоль м-2 с в течение 16-часового фотопериода. После появления всходов проростки переносили по одному в 0.5 л пластиковые вегетационные сосуды, содержащие ту же почву,
ставили на поддоны по 6 шт. в каждом. Поддоны помещали в фитотрон с температурой - 30/30°С, день/ночь и относительной влажностью воздуха 60-70%. Интенсивность света в фитотроне менялась в течение суток от 0 до 1000-1200 мкмоль м-2 с-1 в соответствии с изменением естественной освещенности. Кроме того, в течение дневного периода растения дополнительно освещали галогено-выми лампами. В результате средняя интенсивность света в середине дня на уровне растений составляла 1200-1400 мкмоль м-2 с-1. Один раз в сутки (в 16 ч) все растения поливали деионизиро-ванной водой до полного насыщения почвы. Водный потенциал почвы определяли с помощью тензиометра ("Irrometer", США)
Условия обработки. Метанольную обработку и измерения проводили на растениях в фазу 57 листьев, в возрасте 40-65 сут. В 10 ч утра измеряли газообмен листьев до их обработки препаратом. Затем растения опрыскивали раствором, содержащем 40%-ный метанол, 1 мМ глицин (источник азота) и 200 ppm сильвет (детергент), рН 6.8. Контрольный вариант обрабатывали этим же раствором, но без метанола. В предварительных экспериментах были подобраны концентрации метанола, глицина и сильвета, при которых наблюдался наибольший положительный эффект по фотосинтезу в условиях водного стресса. В последующие 9 сут эксперимента, объем воды, используемой для полива в каждый сосуд, уменьшали. В результате, во время эксперимента растения находились в условиях высоких интенсивности освещения, температуры и нарастающего дефицита воды в почве (от 0 до -100 кРа).
Измерение газообмена С02. Определение скоростей фотосинтеза и транспирации проводили на неотделенных от растений листьях разных ярусов в середине дня. В этот период растения находились в условиях высокой освещенности и нарастающего дефицита воды в почве, т.к. полив осуществляли в 16 ч. При стрессовых условиях выращивания наиболее отчетливо проявлялось положительное влияние обработки листьев раствором метанола. Использовали дифференциальный инфракрасный газоанализатор CIRAS II ("Hitchin", Великобритания), соединенный с листовой камерой-прищепкой, площадь которой составляла - 2.5 см2. Газообмен СО2 и Н20 измеряли при насыщающей интенсивности света -1200 мкмоль м-2 с-1. Сопротивление устьиц и внутриклеточную концентрацию СО2 рассчитывали в автоматическом режиме с помощью микропроцессора газоанализатора. Всего было проведено три независимых опыта, в каждом из которых выращивали по 15 растений на вариант. Биологическая повторность внутри каждого варианта для каждой временной точки 4-5-кратная. Использовали материал, морфологически выравненный и типичный для всей партии растений. Рассчитать средние значения по повторностям ва-
риантов опытов не представлялось возможным из-за вариабельности параметров. Однако общие закономерности изменения исследуемых показателей были сходными. Поэтому на рисунках и в таблице представлены данные характерного опыта. Каждая точка на графиках представляет собой среднюю арифметическую для 4-5 растений и их стандартные ошибки. Средние значения скорости процессов различались в начальной точке у контрольных и обработанных метанолом растений, поэтому результаты рассчитывали от начальной точки контроля.
Углекислотные кривые С02-газообмена. Расчетные параметры. Анализ углекислотных кривых газообмена СО2, полученных на листьях среднего яруса в середине дня, проводили по модифицированной модели Фаркьюхара [26-28]. В соответствии с уравнениями авторов, модель позволяет определить максимальную скорость карбоксилирования рибулозо-1,5-бисфосфата (РБФ), электронного транспорта при световом насыщении, утилизации триозофосфатов и ряд других параметров.
Фотосинтетический индекс стресс-устойчивости. При изучении устойчивости сахарной свеклы к дефициту воды в почве мы разработали простой и эффективный метод, позволяющий определять стресс-устойчивость фотосинтетического аппарата in vivo [29, 30]. Метод основан на измерении отношения суммы фотосинтеза и дыхания до и после фотодеструктивного разрушения фотосинтетического аппарата в условиях аноксии на фоне повышенной температуры. Для этого поперечные срезы (250-350 мкм) средней части листьев 3-4 яруса шести растений помещали в кислородную ячейку, содержащую 2 мл инкубационной среды (40 мМ HEPES-KOH-буфер, pH 7.6, 0.35 M сорбит и 10 мМ NaHC03), и измеряли фотосинтез при 37°С на насыщающем свету - 2200 мкмоль м-2 с-1. После выключения света и измерения скорости дыхания в ячейке создавали условия кратковременной аноксии путем вытеснения О2 из раствора газообразным азотом или за счет дыхания самих срезов в течение 30-60 мин. Затем на фоне аноксии включали свет той же интенсивности на 2-3 мин, что приводило к фотодеструкции фотосинтетического аппарата. Сразу после выключения света ячейку открывали для проникновения внутрь кислорода воздуха. Через 2 мин ячейку вновь закрывали и регистрировали скорость дыхания в течение 1-2 мин. Когда в ячейке оставалось, примерно, 5-10% 02 включали свет. Со временем срезы начинали выделять кислород, но существенно с меньшей скоростью, чем до аноксии. Стресс-устойчивость оценивали по процентному отношению суммы интенсивности фотосинтеза и дыхания после аноксии к аналогичной величине до аноксии [29]. Измерения проводили для каждого варианта 6 раз в течение всего опыта.
Морфологические параметры. Толщину листа измеряли в 5-6 участках листовой пластины с помо-
щью микрометра и с поперечных сечений живых срезов микролинейкой под оптическим микроскопом. Использование данных подходов давало близкие значения. Количество слоев палисадной и губчатой паренхим подсчитывали на поперечных срезах, изготовленных из свежего и фиксированного 70% -ным этанолом в 40 мМ НБРББ-КОН-буфере, рН 7.6. На этих же срезах снимали размеры двух типов типов клеток по длинной и короткой осям. При определении скорости роста фотосинтетического органа в течение опыта 8 раз контуры листьев осторожно обводили на бумаге, после чего площади индивидуальных листьев о
Для дальнейшего прочтения статьи необходимо приобрести полный текст. Статьи высылаются в формате PDF на указанную при оплате почту. Время доставки составляет менее 10 минут. Стоимость одной статьи — 150 рублей.