ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ, 2004, том 51, № 1, с. 49-56
УДК 581.1
ВРЕМЕННОЙ ХОД ФОТОСИНТЕЗА В ПРОЦЕССЕ НЕПРЕРЫВНОГО ОСВЕЩЕНИЯ РАСТЕНИЙ РЕДИСА
© 2004 г. И. С. Дроздова, С. Н. Маевская, Е. А. Егорова, Н. С. Барабанщикова,
Т. Г. Джибладзе, Н. Г. Бухов
Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук, Москва
Поступила в редакцию 23.09.2002 г.
Исследовали изменения фотосинтетической активности, редокс-состояние ФС I и ФС II, а также содержания крахмала и сахарозы в донорных листьях 18-20-дневных растениях редиса (ЯарМпш зай-уш Ь.), которые были адаптированы к темноте в течение 12 ч, а затем освещались непрерывным белым светом (интенсивность 170 мкмоль квантов/м2с)). В динамике изменений фотосинтетической активности выявлены три фазы. В течение первых 6 ч световой адаптации (первая фаза) максимальная скорость фотосинтеза и его максимальный квантовый выход возрастали в 1.6 раза по сравнению с листьями находившихся в темноте растений. Продолжение освещения приводило вначале к снижению обоих фотосинтетических параметров примерно на 20% (через 12 ч после начала световой экспозиции, вторая фаза), а затем к их увеличению до уровня, характерного для листьев, освещавшихся 6 ч (72 ч освещения, третья фаза). Стационарный уровень фотоокисления первичного донора ФС I был относительно низок в первые 6 ч световой адаптации, а затем резко возрастал. Линейное соотношение между количеством фотовосстановленного первичного акцептора ФС II и окисленного первичного донора ФС I не изменялось в процессе длительной световой адаптации, показывая высококоординированное функционирование обеих фотосистем. Количество сахарозы в листе достигало максимального значения через 12 ч световой адаптации и затем не менялось. Количество крахмала возрастало до максимального в течение первых 24 ч освещения и медленно снижалось при более длительной световой адаптации. Сделан вывод о том, что несмотря на активный отток ассимилятов к формирующемуся запасающему органу, в донорных листьях наблюдается немонотонный временной ход эндогенной регуляции фотосинтетической активности, связанный с изменениями эффективности функционирования и, возможно, количества компонентов фотосинтетического аппарата.
Яаркапш зайуш - донорно-акцепторные отношения - крахмал - сахароза - фотосинтез - ФС I -ФС II
Донорно-акцепторные отношения между различными органами являются основой роста и развития растений [1]. Фотосинтетические ассимиля-ты, синтезируемые в донорных листьях, распределяются между различными акцепторными органами (молодыми листьями, черешками и стеблями, генеративными и запасающими органами). Донорно-акцепторные отношения лежат в основе эндогенной регуляции фотосинтетической активности листа [2]. В литературе имеется достаточно большое количество данных о том, что в листьях различных видов высших растений при накоплении избыточного количества фотосинтетических метаболитов активность фотосинтеза снижается [3-8]. Следует сразу заметить, од-
Адрес для корреспонденции. Дроздова Инна Сергеевна. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений РАН. Факс: 07 (095) 977-80-18; электронная почта: nbukhov@ippras.ru
нако, что данные относительно ингибирования фотосинтетической активности конечными продуктами фотосинтеза достаточно противоречивы. Во многих работах отмечено, что накопление фотосинтатов в листе не сопровождается снижением скорости фотосинтеза [9-12].
При нормальном развитии растения фотосинтетическая продукция ассимилятов в дневной период компенсируется их оттоком к акцепторным органам в течение ночи. Сбалансированность до-норно-акцепторных отношений в растении можно нарушить различными путями. Так, при механическом удалении акцепторных органов (колоса и молодых листьев), которое тормозило отток ассимилятов из донорных листьев, фотосинтез последних постепенно подавлялся по мере накопления крахмала в хлоропластах [13]. К такому же результату приводила стимуляция образования крахмала при выращивании растений на интенсивном свету в атмосфере с повышенным содержанием С02 [3, 14]. Одним из приемов, позволяю-
щих усилить синтез фотосинтатов по сравнению с их оттоком из листа является освещение растений непрерывным светом [15]. В отличие от механического устранения отдельных органов, при этом не происходит повреждения растения, поэтому этот способ разбалансировки донорно-акцепторных отношений представляется предпочтительным для стимуляции донорной функции по сравнению с акцепторной. Мы применили его для исследования эндогенной регуляции фотосинтетической активности у донорных листьев редиса на этапе начала формирования запасающего органа.
Как было показано ранее, у растений редиса, обладающих подземным запасающим органом, существенная скорость его развития наблюдается уже на 18-20-й день после всходов [16]. Кроме того, в этот период развития редиса происходит активный рост листовой массы [17]. Поэтому представлялось вероятным, что отток ассимилятов из донорных листьев на этой стадии развития не должен лимитировать фотосинтетическую активность.
В том случае, если торможение фотосинтеза его конечными продуктами все же происходит, должна ингибироваться вся сложная цепь фотосинтетических реакций, включая электронный транспорт в тилакоидах [18]. Действительно, снижение потребления АТФ и НАДФН, синтезированных при работе электронтранспортной цепи, должно приводить, с одной стороны, к возрастанию величины стационарного градиента протонов на мембране тилакоида, а с другой, - к возрастанию степени восстановленности компонентов цепи переноса.
Хотелось бы подчеркнуть, что большинство работ, в которых исследовалась эндогенная регуляция фотосинтеза, было проведено в условиях, когда баланс между производством фотосинтатов и их экспортом из листа и потреблением в других органах был существенно сдвинут в сторону первого процесса. При этом либо сильно ограничивался отток ассимилятов из листа, либо фотосинтетическая активность была стимулирована высокими интенсивностями света или повышенными концентрациями С02. Между тем, представляло интерес выяснить, наблюдаются ли вариации фотосинтетических параметров том случае, когда экспорт фотосинтетических метаболитов донор-ными листьями протекает наиболее активно при интенсивном развитии акцепторных органов. В связи с этим, целью настоящей работы было исследование эндогенной регуляции фотосинтеза у донорных листьев редиса на той стадии онтогенеза, которая характеризуется активным развитием акцепторных органов (запасающего органа и новых листьев).
МЕТОДИКА
Объектом исследования служили растения редиса (Raphanus sativus L.) сорта Рубин, которые выращивали в камере фитотрона в почвенной культуре при освещении белыми люминесцентными лампами ЛБ-80 (Россия). Интенсивность света при выращивании составляла 170 мкмоль квантов/(м2 с), температура - 22/20°C (день/ночь), относительная влажность воздуха - 70%, длина светового дня - 16 ч. В сосудах объемом 4 л находилось по 5 растений. Дважды в неделю в сосуды вносили по 100 мл питательной смеси (1 норма раствора Кнопа с микроэлементами). Через 17 сут после прорастания растения помещали в темноту на 12 ч, а затем освещали непрерывным белым светом в течение 72 ч. Анализировали свойства 3-го листа.
Скорость газообмена измеряли на не отчлененном от растения листе с помощью газометрической установки открытого типа с инфракрасным газоанализатором Infralyt-3 ("Junkalor", Германия) при концентрации CO2 0.03%. Интенсивность света меняли с помощью нейтральных светофильтров.
Флуоресценцию хлорофилла и изменения поглощения при 830 нм измеряли с помощью специализированного прибора РАМ101 ("Walz", Германия). Белый действующий свет различной интенсивности и мощные световые импульсы (5600 мкмоль квантов/(м2 с)) длительностью 1 с, необходимые для полного восстановления первичного акцептора ФС II [19], получали от осветителей KL1500-lcd ("Schott", Германия). Перед измерениями растения адаптировали к темноте в течение 30 мин.
Содержание крахмала и растворимых сахаров определяли в сегментах (250-300 мг), взятых из листьев предварительно затененных или разное время адаптировавшихся к свету растений, зафиксированных кипящим 96%-м этанолом. Экстракцию растворимых углеводов проводили горячим (50-60°C) 80%-м этанолом до полного обесцвечивания растительной ткани. Супернатан-ты после центрифугирования при 2000 g в течение 15 мин объединяли и упаривали досуха. Сухой остаток растворяли в 3 мл теплой воды и добавляли 3 мл хлороформа для удаления фотосинтетических пигментов. Водную фазу отделяли после центрифугирования и проводили ее дополнительную очистку с помощью 0.3 N Ba(OH)2 и 10%-ного ZnSO4 [20]. В очищенных экстрактах количество сахарозы определяли с помощью резорцинового метода в модификации, где свободная фруктоза разрушалась 0.5 N NaOH [20].
Содержание крахмала в остатке после экстракции растворимых сахаров определяли с помощью ферментативного расщепления крахмала до глюкозы [21, 22]. Остаток ресуспендировали в 1.5 мл 0.2 М КОН и нагревали на кипящей водя-
Рис. 1. Зависимость от интенсивности действующего света скорости поглощения СО2 листьями редиса, предварительно затененных в течение 12 ч (7), или освещенных постоянным белым светом интенсивности 170 мкмоль квантов/(м2 с) в течение 6 (2), 12 (5) или 72 ч (4).
Прямые линии обозначают наклон линейного участка световых кривых фотосинтеза, определяющий его максимальный квантовый выход. Цифры у линий обозначают длительность освещения растений постоянным светом.
ной бане в течение 1 ч. Пробы охлаждали и доводили pH раствора до 5.5, используя CH3COOH. После этого пробы инкубировали с 0.3 мл раствора амилоглюкозидазы (70 ед., "Sigma", США) и 0.1 мл раствора а-амилазы (30 ед., "Sigma") в течение 5 ч при 40°C. По окончании гидролиза пробы кипятили в течение 1 мин на водяной бане, охлаждали и центрифугировали при 2000 g 15 мин. В аликвотах супернатанта определяли содержание глюкозы, используя готовую систему ферментов пероксидаза-глюкозооксидаза и (о-)диа-низидин дихлорид ("Sigma"). Для расчета содержания крахмала количество глюко
Для дальнейшего прочтения статьи необходимо приобрести полный текст. Статьи высылаются в формате PDF на указанную при оплате почту. Время доставки составляет менее 10 минут. Стоимость одной статьи — 150 рублей.